Ma passion : la Biodiversité

lundi 27 octobre 2014

Ouverture de mon nouveau site internet, mieux construit et plus de contenu!!

Vous êtes invités à le visiter et retrouver moi à l'adresse suivante :

http://passion-entomologie.fr

Vous pouvez également vous diriger vers la page Facebook et Twitter à ces adresses :
https://www.facebook.com/passionentomologie

Sut Twitter sur : @PassionEntomo (https://twitter.com/PassionEntomo)

A bientôt sur mon nouveau site!

vendredi 19 avril 2013

Nouvel article publié dans la revue OPIE

En ce début de mois d'avril, je viens de publier un nouvel article dans la revue OPIE, numéro de mars 2013 n°168.

Il porte sur la modernisation et la numérisation de la collection entomologique de l'INRA d'Orléans : Unité de Recherche Zoologie Forestière, que j'ai réalisé durant décembre 2011 et mai 2012.

Une description plus détaillée ce trouve avant celle-ci. Je vous invite à vous y reporter pour avoir plus de précision sur la méthodologie et l'objectif de ce projet.

Je vous le mets en ligne :

lundi 28 janvier 2013

Modernisation et numérisation d'une collection entomologique à l'INRA d'Orléans

Une partie des étagères contenant les 600 boîtes de la collection

Ma dernière mission a été réalisée à l'Unité de Recherche "Zoologie Forestière" de l’INRA d’Orléans entre décembre 2011 et juin 2012. Cette unité possède une collection entomologique riche de quelque 600 cartons et de milliers de spécimens issu de 80 ans de collecte en France et à travers le monde. Aucun travail de classement, d’inventaire ou de valorisation n’avait jamais été effectué.

C'est pourquoi, en collaboration avec le département Écologie des forêts, prairies et milieux aquatiques (EFPA), Alain Roques, qui dirige l’unité, m’a confié la responsabilité de moderniser et valoriser cette collection. Elle témoigne d’une biodiversité aujourd’hui souvent disparue et contient des informations d’une incroyable richesse. Le but était de disposer de données pouvant servir ultérieurement à des projets de recherche sur la biodiversité, la préservation des écosystèmes et aussi la génétique des populations. Au titre de l’action « Patrimoine », un financement a été octroyé par la Région Centre pour la réalisation de cette mission.

Modernisation de la collection

Une étape préliminaire de modernisation d’une durée de six mois s’est déroulée en trois temps.

Imago (Adulte) d'Anthrenus sp.

Après un séjour de 2 jours à -21°C destiné à éliminer les Anthrènes (Anthrenus sp.), chacune des boîtes a été ouverte et référencée dans une base de données.

Larve d'Anthrenus sp.

Cette étape a donc été l’occasion d’assainir la collection et les conditions de son stockage. Les boîtes,

Exemple d'une fiche (Oryctes nasicornis)
sur Fauna Europea

datant du milieu du siècle dernier, contenaient de la créosote^² qui a été éliminée. Les boîtes trop détériorées ont été remplacées. Les cartons contaminés et la créosote ont été acheminés vers un centre de recyclage pour déchets toxiques.

L’inventaire du contenu des 600 cartons a permis de réunir les spécimens, jusqu’alors dispersés, par familles et sous-familles. En particulier des boîtes de Curculionidés et de Cérambycidés ont pu être constituées.

La seconde étape a consisté à classer toutes les espèces selon la classification actuellement en vigueur. Pour cela, un important travail d’actualisation de chacun des noms et de leur place dans la systématique a été accompli à l’aide du site Fauna Europaea^³ (www.faunaeur.org).

Classement selon l'ordre taxinomique des spécimens

Exemple d'étiquetage : Famille des Tortricidae
et sous famille des Olethreutinae

Enfin, cette modernisation effectuée, les insectes ont trouvé leur place définitive dans des boîtes neuves selon l'ordre taxinomique signalé par des étiquettes (ordres, familles, sous-familles, tribus, genres et espèces).

Numérisation

Chaque spécimen a ensuite été identifié individuellement par un code-barre et intégré dans une base de données développées en interne. Cet outil informatique permet de tracer chaque échantillon entrant dans les laboratoires, et d'en consigner la nature (imago, pupe, patte...), son origine (date et lieu de prélèvement, collecteur, plante-hôte...), sa localisation dans le laboratoire (collection, réfrigérateur, congélateur...) et son mode de conditionnement (en alcool, à sec...). L'étiquetage d'origine de nombreux spécimens est incomplet. Notamment, lieu ou date de capture sont souvent manquants. Selon l'époque de mise en collection des échantillons, les cahiers renfermant ces informations ont été égarés. Aussi, une grande partie des insectes ne présentent aucun étiquetage et ne sont pas identifiés. Tous ces spécimens, écartés de la collection, ont été rassemblés par familles et sous-familles dans des boîtes à part. Par manque d'expertise et de temps, leur identification est reportée.

La collection informatisée comporte à ce jour 370 espèces (1 644 spécimens) de Curculionidae, 101 espèces (757 spécimens) de Tortricidae, 38 de Chalcidoidea (576 spécimens dont 280 d'Agaonidae tropicaux), 52 ( dont 215 spécimens) de Cerambycidae et 18 (93 spéciemens) de Buprestidae. Toutes ces familles intéressent les travaux réalisés par l'Unité.

Code-barre utilisé pour chacun
des individus de la collection

Le système d’identification est analogue à celui utilisé pour gérer des marchandises. Le code-barres, de type bidimensionnel, est placé sous chacun des insectes, est lu par un lecteur laser.

Grâce à cet outil informatique, les informations sur la provenance et le nombre de spécimens de telle ou telle espèce mais aussi leur place dans la collection sont maintenant disponibles.

Cependant, ce sont des milliers de spécimens de nombreuses familles (Hyménoptères, Lépidoptères, Coléoptères) qui n'ont pas été intégrés à la base de données et qui n'ont pas été classés. Des mois de travail seront encore nécessaires pour finaliser ce projet.
Le traitement des données demandera encore des années d'études.

Valorisation des résultats

Toutes les informations recueillies concernant les dates et les sites de prélèvements s’avèrent très pertinentes pour la construction d’atlas. Ces atlas permettent d’appréhender les secteurs les plus riches en espèces et les sites abritant des faunes originales. Pour les spécimens anciens, il devient possible de mener des comparaisons spatiales et temporelles avec les données actuelles afin de mettre en lumière l’évolution des aires de répartition et les dynamiques des populations au cours des cinquante dernières années. Le Muséum national d’histoire naturelle de Paris (MNHN) et l’Inventaire national du patrimoine naturel (INPN) seront associés à l’intégration des données.

En six mois, près de 3 300 insectes et 579 espèces ont été classés et incorporés à la base de données.

2 La Créosote est issue d'huiles extraites de goudron ou de bois et a souvent été utilisée comme pesticide au cours du XX^e siècle. Composée principalement d'hydrocarbures aromatiques polycycliques, elle est considérée comme toxique et cancérigène. Son interdiction en Europe date de 2002.

3 Fauna Europea est un programme lancé en 2000 par la Commission Européenne de façon à disposer d'une base de données rassemblant les noms valides de toutes les espèces terrestres et d'eau douce vivant en Europe. Il fédère l'expertise de plusieurs centaines de spécialistes.

mercredi 21 novembre 2012

Modernisation de ma collection

Cela fait maintenant plusieurs années que je n'ai pas touché à ma collection d'insectes, suite à un manque de temps et n'étant pas en mesure de stocker mes boîtes chez moi.

Hors depuis septembre, la situation a changé. J'ai donc entrepris de classer, d'identifier et de moderniser l'ensemble de ma collection.

Un travail long et minutieux mais vraiment passionnant, pour un entomologiste!!

Pourquoi réaliser une modernisation?

Jusqu'à maintenant, les spécimens que je capturais étaient placés dans des boîtes et plus ou moins bien classés par familles sans trop prendre le temps de les identifier (voir post précédent). Le but est donc dans un premier temps d'identifier tous les spécimens puis de les classer par familles, sous-familles, par genre et par espèce. Ensuite, il s'agira d'éditer les étiquettes et de numériser toutes les informations liées à chacun des insectes. Ces informations concernent le lieu et la date de capture, données indispensables dans la mise en place d'une collection. La numérisation des données sur un tableur permet d'inventorier et de référencer les espèces en ma possession et d'incorporer les coordonnées GPS des sites d'échantillonnages. Ainsi, il m'est possible de connaître l'état d'avancement de ma collection.

C'est pourquoi, je souhaite terminer se travail avant la fin de l'hiver dans le but de pouvoir débuter l'année sur une bonne base et de pouvoir cibler les prochaines captures.

J'ai ainsi commencé par identifier et classés mes coléoptères, comme les familles des Cerambycidae, des Chrysomelidae ou encore des Coccinellidae. La prochaine étape sera le classement de mes Diptères dont notamment la famille des Syrphidae, puis au tour de mes Hyménoptères (Formicidae, vespidae, etc.) pour finir sur des familles peu représentées.

Capture écran n°1 : Exemple d'aide et d'échanges à la
détermination d'une Coccinellidae de ma collection

Pour mener les identification, j'utilise les ouvrages et la bibliographie (comme les Faunes de France) en ma possession, mais aussi à l'aide de sites internet et de forum spécialisés.

Je me suis inscrit à cette occasion sur le forum d' insecte.org, où la communauté d'entomologistes amateurs et professionnels peuvent échanger des informations (clés de détermination ou photos par exemple), s'entraider à la détermination et se conseille (exemple : voir capture écran n°1). Le réseau fonctionne très bien, les expertises sont poussées, et les sujets traités touchent l'ensemble des familles d'insectes mais aussi d'arthropodes. Un forum que je conseil à tous les passionnés de systématique.

Capture écran n°2 : Exemple de la base photographique
pour le genre Oedemera (Oedemeridae)

En plus du forum, une base de données photographique est constituée. Les photos d'insectes (ou autres arthropodes) postées sur le forum pour détermination sont incorporées à une galerie où elles sont stockées par famille, par genre et par espèce (après que l'identification de l'espèce est été validée par les administrateurs). Ainsi, il est possible pour tout le monde de comparer un insecte capturé avec les photos présentes. De jour en jour, la galerie se complète et le nombre d'espèce représentée s'accentue (exemple : voir capture écran n°2).

Un vrai travail d'inventaire, exemplaire, que j'approuve particulièrement à l'heure où la perte de la Biodiversité est avérée et où les entomologistes disparaissent tout autant!

Capture écran n°3 : Exemple de classification sur
Fauna-Europea pour l'espèce Oryctes nasicornis (Dynastidae)

Pour la classification des espèces, j'utilise le site de Fauna-Europea : faunaeur.org. Ce site référence l'ensemble des espèces animales d'Europe et présente leur hiérarchie taxonomique (exemple : voir capture écran n°3). Sont présents également les synonymies, les noms des experts du genre ou encore des statistiques. Un outil indispensable dans la mise en place d'une telle collection.

L'étiquetage est tout aussi important. Il est nécessaire de rappeler la hiérarchie taxonomique (famille, sous-famille, tribu, genre), d'indiquer le nom scientifique et le descripteur de chacune des espèces. Le classement se fera par ordre croissant pour des raisons de logique.

Chaque spécimen présente également une étiquette qui lui est spécifique où sera inscrit le nom de l'espèce, la date et le de capture, le nom du collecteur (voir photo n°1 et 2).

Photo n°1 : Boîte modernisée pour différentes familles
de coléoptères (Meloidae, Tenebrionidae, Cantharidae... etc.)

Photo n°2 : Boîte modernisée pour la famille des Coccinellidae, possibilité de
voir les étiquettes propres à chaque spécimen

lundi 7 novembre 2011

Mes élevages

Les phasmes :

En plus de réaliser une collection d'insectes, j'ai le plaisir de pouvoir élever des espèces d'arthropodes ou autres petits vertébrés en tout genre.

J'ai depuis tout jeune toujours eu des élevages de phasmes, d'orthoptères, de lépidoptères, de Formicidae ou encore des d'amphibiens par exemple.

Exemples de certaines espèces que j'ai pu élever au cours de ces dernières années :

Carausius morosus, également nommé Bâton du diable ou encore Dixippe morose :

Phasme originaire d'Inde appartenant à l'Ordre des Phasmatodea et à la Famille des Diapheromeridae.

Il se rencontre dans de nombreux pays du monde comme l'Afrique du sud, la Grande-Bretagne ou encore les Etats-Unis. Il a été introduit en 1897 par R.P. PANTEL pour étudier la parthénogénèse (multiplication à partir d'une gamète femelle non fécondée).

Cette espèce ne produit que des femelles (parthénogénèse thélytoque), les mâles sont extrêmement rarissime, voire impossible en élevage.

Ces insectes mesurent environs 9cm à l'état adulte, sont nocturne et se nourrissent sous nos latitudes de lierre, de ronces (Rubus) ou encore de troène.

Phasmes très faciles à élever, ayant peu de contraintes et d'exigences en terme de nourriture, d'humidité et de température.

Carausius morosus adulte

Jeune de Carausius morosus au premier stade larvaire

Oeufs de Carausius morosus

Heteropteryx dilatata :

Phasme de la Famille des Phasmatodea et de la Famille des Phasmatidae, originaire de Malaisie, de Java, de Thaïlande et de Sumatra.

Il existe un dimorphisme important entre les deux sexes, la femelle est verte avec des ailes vestigiales tandis que le mâle est de couleur brune avec de grandes ailes de couleur mauve.

La femelle peut atteindre 16cm de long pour un poids de 70g tandis que le mâle est plus petit (12cm).

Leur croissance est lente, le stade larvaire dure 18 mois pour une longévité de 2 à 3 ans.

La femelle produit un bruit en frottant ses ailes les unes contre les autres. En plus de l’effet sonore, la femelle et le mâle utilisent leurs pattes arrières constituées de nombreuses épineuses pour agresser les prédateurs.

Quand le phasme est dérangé, il prend une posture d’intimidation en ouvrant et relevant les pattes arrières pour les refermer violemment, ce qui peut transpercer certains prédateurs. Ce comportement les rend difficile à manipuler et donc à les élever.

L'espèce est nocturne est peut s'élever sur des ronces (Rubus), du Chêne vert ou Chêne pubescent.

Heteropteryx dilatata femelle

Heteropteryx dilatata mâle en boite de collection

Couple d'Heteropteryx dilatata

Heteropteryx dilatata mâle

Heteropteryx dilatata femelle

Oeuf d'Heteropteryx dilatata

Extatosoma tiaratum, également nommé Phasme à tiare :

Phame originaire d'Australie appartenant à la Famille des Phasmidae et à l'Ordre des Phasmatodea.

Un fort dimorphisme existe entre le mâle et la femelle. La femelle peut mesurer 16cm de long tandis que le mâle plus petit mesure 10cm.

La femelle est de couleur brun sable mais peut être dans de rare cas verte. Contrairement à la femelle qui possède des ailes peu développées (microptères), celles du mâles recouvrent entièrement son abdomen ce qui lui permet de voler et de se défendre par leur déploiement. Le thorax est plus court et plus dilaté chez la femelle.

Tous deux possèdent des épines sur les pattes et sur l'abdomen qu'ils utilisent en cas d'attaque de prédateurs. La femelle, en plus de ce comportement de défense, recourbe son abdomen à la manière d'un scorpion.

Cette espèce se nourrie d'Eucalyptus mais peu s'élever sur ronces (Rubus) mais aussi sur du Chêne, de l'Acacia ou encore du Noisetier.
Il peut survenir une importante mortalité des larves de stade 1 en cas de surpopulation, de déshydratation ou de manipulation.

Oeuf d'Extatosoma tiaratum

Jeune après éclosion d'Extatosoma tiaratum

Fourmis de l'espèce
Leptomyrmex erythrocephalus

Les jeunes au premier stade larvaire ont la particularité d'être mimétique avec une espèce de fourmis (Leptomyrmex erythrocephalus). Le mimétisme du phasme ne se contente pas uniquement à la morphologie mais concerne aussi la manière dont se déplacent les fourmis. Les larves se déplacent très rapidemment et sont particulièrement actives tandis qu'elles deviennent très peu mobiles au deuxième stade larvaire.
Cette ressemblance s'explique par le fait que les oeufs une fois tombés sur le sol sont récoltés par les fourmis qui les ramènent sous terre au sein de la colonie. Les oeufs sont appréciés par la présence, à leur surface et au niveau du capitulum (capsule de sortie) (voire photo oeuf), de nombreux composés organiques et de lipides dont se nourrissent les fourmis. Les oeufs se retrouvent ainsi en sécurité et protégés des prédateurs. Les jeunes phasmes, une fois éclos, s'échappent de la fourmilière sans être agressés par les fourmis grâce au mimétisme comportemental mais aussi peut être par la présence de phéromones ou des molécules similaires sur leur cuticule.

Femelle adulte d'Extatosoma tiaratum

Mâle adulte d'Extatosoma tiaratum

Mâle adulte, ailes déployées, d'Extatosoma tiaratum en collection

Mes fourmilières :

Pour la construction de fourmilières artificielles, de nombreuses techniques et de matériaux sont utilisés afin de répondre à un certain cahier des charges. Le nid doit en effet permettre une humidification durable, l'observation des insectes et de résister aux mandibules des fourmis qui ont tendance à vouloir creuser le support.

Les principaux supports utilisés sont le plâtre, l'aluminium/plexiglas et le béton cellulaire.

Pour ces nombreux avantages, j'utilise pour la construction de tout mes nid le béton cellulaire (BC).

- Sa porosité lui donne la propriété d'absorber l'humidité tout en restant très résistant contrairement au plâtre qui se désagrège avec le temps.

- Sa capacité d'absorption par capillarité permet l'humidification de zones spécifiques et de contrôler le taux d'humidification.

Construction de chambres à l'aide d'un tournevis

- Sa structure particulièrement friable permet de le travailler très facilement pour lui donner la forme et le volume souhaitées. Le plâtre quand à lui, peut être moulé directement dans la forme voulue mais reste très difficile à travailler.
Par exemple, à l'aide d'un tournevis ou d'une fraiseuse, il est aisé de creuser les galeries et les chambres qui accueilleront les futurs fourmis.
- Sa composition non organiques limite le développement de champignons ou d'acariens contrairement à un nid constitué de terre par exemple.

Nid en béton cellulaire avec ces galeries et ces chambres

La structure du nid peut être agencée de deux manières.
Soit l'aire de chasse est séparée du nid et relié par un tuyau, soit l'aire de chasse est incorporée directement au bloc de BC.
Chacune des possibilités offre ces avantages. Avoir une aire de chasse indépendante du nid permet de changer l'aire de chasse ou de réaliser des expérimentation en faisant évoluer les fourmis hors du nid. Une aire de chasse intégrée au BC facilite le transport et est plus esthétique.

Une plaque de verre est placée et fixée au nid. Cela permet d'observer les comportements des insectes mais aussi de vérifier le taux d'humidification et le bon état sanitaire des chambres.

L'humidification peut elle aussi se faire de deux façons différentes. La première technique est de réaliser une structure comme sur la photo 1, le BC peut ainsi être immergé et humidifier la zone au dessus par capillarité. Le volume immergé détermine le taux d'humidification souhaité.

Photo 1 : Technique d'humidification/partie immergée du nid (vue de dessous)

Pour ma part, j'utilise la deuxième technique qui consiste à creuser, sur toute la longueur et sur le dessus du nid, une chambre dans laquelle l'eau sera versée (voire photo 2). Par capillarité, l'eau sera acheminée aux chambres voisines.

Photo 2 : Technique d'humidification/chambre servant de réservoir d'eau

Afin d'empêcher l'invasion des fourmis de l'aire de chasse, l'astuce du talc est la plus utilisée. Elle consiste à mélanger le talc avec de l'alcool à 90° et de l'appliquer sur le haut des parois du récipient. L'alcool s'évapore et laisse une fine pellicule de talc empêchant les insectes d'adhérer et provoque leur chute.

Une de mes fourmilières, espèce élevée : Fourmica fusca (Ordre des Hymenoptera, Famille des Formicidae)

Chambres remplies de fourmis de l'espèce Formica fusca

Aire de chasse reliée par un tuyau au nid

Aire de chasse, son relief et le talc anti-évasion

Toutes les modifications et options sont possibles : l'architecture, la taille, la couleur, le style... Des sites spécialisés existent où des myrmécophiles s'échangent leurs techniques, leurs conseils et présentent leur construction.

Par exemple, voilà ce que font certains :

Aire de chasse intégrée au nid

Nid dans son ensemble

jeudi 27 octobre 2011

Mes crânes :

Ma passion pour l'évolution des espèces et la phylogénie m'a amené à m'intéresser à l'anatomie et aux squelettes d'espèces récentes mais aussi anciennes. Je trouve fascinant l'étude des modifications anatomiques et morphologiques qu'entraîne l'adaptation des espèces au cours des temps géologiques.

C'est ainsi que je me suis amusé à collecter des crânes et des squelettes d'espèces courantes.

Pour le moment, peu d'espèces garnissent ma collection, le peu de temps disponible à y consacrer en est la cause. Cependant, ma volonté de développer cette collection est très vive.

Voici quelques exemplaires de mes spécimens :